PARASITOLÓGICO - Segunda amostra |
||
| Sinonimo | Pesquisa de helmintos e protozoários nas fezes | |
| Material | Fezes - Segunda Amostra | |
| Volume | 5,0 g | |
| Método | Hoffman e Ritchie | |
| Volume Lab. | 5,0 g | |
| Rotina | Diária | |
| Código SUS | 0202040127 | |
| CBHPM | 4.03.03.11-0 | |
| Resultado | 36 horas | |
| Temperatura | Refrigerado | |
| Coleta | Coletar 2 amostras de fezes. 1. O frasco estéril destina-se ao transporte da amostra, em muitos casos pode ser necessário o envio das amostras com o líquido conservante SAF, cuja função é conservar as fezes. 2. A amostra pode ser obtida de qualquer evacuação. Para a obtenção das amostras, coletar as fezes inicialmente em um recipiente limpo e seco. Evitar o contato da amostra com urina ou água do vaso sanitário. 3. Em seguida, com o auxílio da espátula, transferir pequena porção, correspondente a aproximadamente 1 colher de sopa (ou 10 ml caso as fezes estejam líquidas) para o frasco com líquido conservante. Tampar bem o frasco e agitar. 4. Sangue, muco, pus, eventualmente presentes, devem ser incluídos na amostra para exame. 5. Parasitas ou vermes visíveis, eventualmente presentes, devem ser separados em outro recipiente. 6. Guardar a amostra coletada em refrigerador ou ambiente fresco (não congelar) até que seja encaminhada ao laboratório. 7. A amostra coletada em líquido conservante tem viabilidade de análise por 8 dias. A amostra coletada em frasco sem conservante tem viabilidade de análise por no máximo 24h após a coleta. 8. Certas substâncias e medicações podem interferir no resultado do exame: óleo mineral, bário (contraste radiológico), medicações com bismuto, antibióticos, antidiarreicos não absorvíveis. Nessas eventualidades, aguardar 2 semanas antes de realizar a coleta. 9. Laxantes são contra-indicados para a obtenção da amostra, exceto laxante salino (sulfato de sódio) que deve ser administrado a critério do médico clínico. OBS.: Quando solicitado 3 amostras, coletar em dias alternados (2ª, 4ª e 6ª feira, por exemplo). Utilizar um frasco para cada coleta, anotando dia e hora da realização da coleta. Armazenar em local fresco ou refrigerador (não congelar). As amostras podem ser encaminhadas ao laboratório após a terceira coleta, porém sugere-se o uso do conservante SAF garantindo a estabilidade das amostras. | |
| Interpretação | Por ser um exame relativamente rápido, o exame parasitológico de fezes é o mais utilizado para o diagnóstico de infestação por helmintos e protozoários em suas formas evolutivas. Não existe um exame capaz de evidenciar todas as formas parasitárias presentes nas fezes. Alguns métodos permitem detectar maior número delas; por outro lado, outros são mais específicos para determinado agente. Cada parasito, ou grupo de parasitos, possui características morfológicas e biológicas que permitem que técnicas eletivas sejam aplicadas para o seu diagnóstico. Indicações: Pesquisa de organismos significativos de infestações parasitárias e helmínticas. Interpretação clínica: Para a correta interpretação do resultado do parasitológico de fezes é essencial o conhecimento dos ciclos de vidas dos parasitos e helmintos. A não observação de organismos não significa ausência de parasitismo, mas tão somente que não foram encontrados organismos naquele material. A fim de aumentar a sensibilidade do exame é recomendável, no mínimo, o exame de três amostras distintas. Também é essencial que se conheça os métodos e colorações disponíveis mais específicos para o organismo que se quer diagnosticar. Seguem alguns exemplos que podem confundir a interpretação d eum exame negativo: enterobíase: a fêmea do Enterobius vermicularis migra para a região perianal e elimina aí os seus ovos durante a noite, o que torna mais adequado o método de Graham ou o swab anal com coleta pela manhã; teníase: a Taenia spp elimina as proglotes nas fezes e estas são evidenciadas pela tamização; a Giardia lamblia apresenta períodos de negatividade, quando não se encontram seus cistos nas fezes; o Schistosoma mansoni só atinge a fase adulta no interior das veias mesentéricas inferiores, onde realiza a postura dos ovos, que precisam atravessar a parede intestinal para serem eliminados nas fezes. Rotineiramente, o exame é realizado pelos métodos Hoffman e Ritchie. O método de Hoffman é mais eficiente na pesquisa de ovos de helmintos do que na detecção de cistos de protozoários. Já o método Ritchie permite uma boa concentração de parasitos. No entanto outros métodos podem ser indicados na dependência da indicação do médico assistente: para Ascaris lumbricoides: Hoffman, método direto e Kato-Katz, para a observação de ovos; para Ancilostomideos: Hoffman, método direto, Kato-Katz e Willis, para a observação de ovos ou larvas; para Schistosoma mansoni: sedimentação espontânea ou por centrifugação, método direto e Kato-Katz, para a observação de ovos; para Strongyloides stercoralis: Baermann-Moraes e sedimentação espontânea ou por centrifugação, para a observação de larvas; para Enterobius vermicularis: Graham (fita gomada), método direto, sedimentação espontânea ou por centrifugação e Kato-Katz,para a observação de ovos; para Giardia lamblia, Entamoeba histolytica, Entamoeba coli, Endolimax nana, Iodamoeba bütschlii: Faust, Ritchie, Hoffman e método direto, para a observação de cistos; tricromio de Weatley e hematoxilina- eosina para a observação de cistos e trofozoitos; para Cryptodsporidium spp, isospora belli, Cyclospora caetanensis, sarcocystis hominis: Zeel-Nielsen modificado (Henriksen & Pohlens) e safranina-azul de metileno; para Taenia: Hoffman, método direto, Kato-Katz, para observação de ovos e Tamização para a observação de proglotes; para Trichuris trichiura: Hoffman, método direto, Kato-Katz. Alguns métodos para a pesquisa de parasitos oportunistas, como o método de Sheather modificado coloração de Ziehl-Neelsen modificada, coloração de Kinyoun modificada, coloração pela safranina-azul de metileno e o método de Método de Kato-Katz. Sugestão de leitura complementar: Souza PX. Nova abordagem laboratorial na investigação das enteroparasitoses em humanos. Dissertação. Universidade Federal Fluminense, 2005. Disponível em http://www.bdtd.ndc.uff.br/tde_arquivos/19/TDE-2005-08-15T14:14:14Z-113/Publico/Patricia%20Xavier-Tese.pdf. Acesso em 11 de fevereiro de 2014 | |
| Referência | Ausente na amostra ATENÇÃO: Alteração do valor de referência a partir de 22/07/2019. Valor de referência antigo: Negativo | |
UNIDADE CENTRAL
Rua Paraná, 308 - Centro
Barra Velha - SC - CEP 88390-000
Fone/fax 47 3456-2085
Celular: 47 99726-3122
CRF 7049
E-mail: labbarralab@hotmail.com
suportebarralab@hotmail.com
ana@barralab.com.br
UNIDADE 2 - MED CLÍNICA
Avenida Emanoel Pinto, 925 - Centro
Picarras - SC - CEP 88380-000
Fone 47 3345-3712 - 3345-1553
Celular: 47 98432-4773
E-mail: laboratoriomedclinica@hotmail.com
Acesse o site da MED Clínica
UNIDADE 3 - BAIRRO SÃO CRISTOVÃO
Rua Waldemar Francisco, 487
Barra Velha - SC - CEP 88390-000
Fone 47 3456-2445
47 98432 4906
E-mail: labsaocristovao@outlook.com
